نقش تحریک کنندگی برخی گونه¬های قارچ¬¬¬ گلوموس و باکتری¬ سودوموناس در پالایش¬سبز ¬ سرب خاک توسط بنگ¬دانه (Hyoscyamus niger)

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

چکیده

پالایش­سبز، استفاده از گیاهان و همزیستی آن­ها با ریزجانداران برای پالایش مکان­های آلوده، روشی نویدبخش برای پالایش خاک­های آلوده به فلزات سنگین است. در این پژوهش نقش برخی گونه­های قارچ گلوموس (G. intraradices، G. mosseae و G. fasciculatum)و باکتری سودوموناس (P. putida، P. fluorescens و P. aeruginosa) در پالایش آلودگی سربی خاک توسط بنگ­دانه (Hyoscyamus niger) بررسی شد. این مطالعه در شرایط گلخانه­ای به صورت آزمایش فاکتوریل در قالب طرح پایه بلوک­های کامل تصادفی با دو فاکتور غلظت سرب (در 4 سطح) و تیمار میکروبی (در 3 سطح) و در سه تکرار انجام گرفت. یک نمونه خاک با نمک نیترات سرب به­طور یکنواختی برای ایجاد غلظت­های مختلف سرب (صفر، 250، 500 و 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم) آلوده شد. خاک آلوده شده استریل و سپس مایه­زنی مخلوط سه گونه­ قارچ­­­ گلوموسو مخلوط سه گونه باکتری­ سودوموناس انجام شد. گیاه بنگ­دانه در این خاک­ها کشت گردید. نتایج نشان داد قارچ­ های گلوموس و باکتری­های سودوموناس مقدار پرولین، زیست­فراهمی سرب، زیست توده ریشه و شاخساره و مقدار سرب تثبیت شده و استخراج شده توسط بنگ­دانه را به­طور معنی­داری (05/0p≤) نسبت به تیمار شاهد افزودند. قارچ­های­ گلوموس و باکتری­های سودوموناس، مقدار سرب استخراج شده توسط شاخساره را به­ترتیب بیش­ از 7/2 و 2 و مقدار سرب تثبیت شده در ریشه را به­ترتیب بیش از 1/3 و 9/1 برابر نسبت به تیمارهای مشابه در شاهد افزایش دادند. می­توان نتیجه­گیری کرد که میکروب­های مورد مطالعه عواملی نوید بخش برای کاهش سمیت سرب در بنگ­دانه و افزایش کارآیی پالایش­سبز سرب توسط گیاه هستند. 

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Induction Effect of Some Species of Glomus and Pseudomonas in Phytoremediation of Soil Pb by Hyoscyamus (Hyoscyamus niger)

نویسندگان [English]

  • Akbar Karimi
  • Habib Khodaverdiloo
  • Mirhassan Rasouli Sadaghiani
چکیده [English]

Phytoremediation, the use of plants in association with microorganisms for remediation of contaminated sites, is a promising technique for reclamation of heavy metals contaminated soils. In this research the role of selected species of Glomus (G. intraradices، G. mosseae و G. fasciculatum) and Pseudomonas (P. putida، P. fluorescens و P. aeruginosa) in phytoremediation of soil Pb contamination by Hyoscyamus(Hyoscyamus niger) was investigated. This study was carried out in greenhouse condition as a factorial experiment based on a randomized complete block design with two factors including Pb concentration (in four levels) and microbial treatment (in three levels) and in three replications under greenhouse conditions. A soil sample was spiked uniformly with Pb-nitrate salt to create different Pb concentrations (0, 250, 500 and 1000 mg kg-1). The contaminated soils were then sterilized and subsequently inoculated with the species of Glomus fungi and Pseudomonas bacteria. Hyoscyamusplant was grown in these soils.Results indicate that Glomus fungi and Pseudomonas bacteria increased significantly (P≤ 0.05) the amount of proline, soil bioavailable Pb, biomass of root and shoot and the amount of Pb was stabilized and extracted by Hyoscyamusnigerascompared to the control treatment. Glomus fungi and Pseudomonas bacteria increased the amounts of extracted Pb by shoots up to 2.7 and 2 times and the stabilized Pb in roots up to 3.1 and 1.9 times higher than corresponding control treatments, respectively. It can be concluded that the studied microbes are promising agents to alleviate Pb phytotoxicity and to enhance Pb phytoremediation efficiency by Hyoscyamus.
5���0Op��mش برای کاهش سمیت سرب در بنگ­دانه و افزایش کارآیی پالایش­سبز سرب توسط گیاه هستند. 
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • Glomus
  • Hyoscyamus niger
  • Pb
  • Phytoremediation
  • Pseudomonas

نقش تحریک کنندگی برخی گونه­های قارچ­­­ گلوموسو باکتری­ سودوموناس در پالایش­سبز ­ سرب خاک توسط بنگ­دانه (Hyoscyamus niger)

 

اکبر کریمی1، حبیب خداوردی­لو2* و  میر حسن رسولی صدقیانی2

 

تاریخ دریافت : 24/11/90   تاریخ پذیرش: 01/09/91

1-دانش­آموخته کارشناسی ارشد ، گروه علوم خاک، دانشگاه ارومیه.

2-استادیار، گروه علوم خاک، دانشگاه ارومیه

*مسئول مکاتبه:Email: h.khodaverdiloo@urmia.ac.ir

 

چکیده

پالایش­سبز، استفاده از گیاهان و همزیستی آن­ها با ریزجانداران برای پالایش مکان­های آلوده، روشی نویدبخش برای پالایش خاک­های آلوده به فلزات سنگین است. در این پژوهش نقش برخی گونه­های قارچ گلوموس (G. intraradices، G. mosseae و G. fasciculatum)و باکتری سودوموناس (P. putida، P. fluorescens و P. aeruginosa) در پالایش آلودگی سربی خاک توسط بنگ­دانه (Hyoscyamus niger) بررسی شد. این مطالعه در شرایط گلخانه­ای به صورت آزمایش فاکتوریل در قالب طرح پایه بلوک­های کامل تصادفی با دو فاکتور غلظت سرب (در 4 سطح) و تیمار میکروبی (در 3 سطح) و در سه تکرار انجام گرفت. یک نمونه خاک با نمک نیترات سرب به­طور یکنواختی برای ایجاد غلظت­های مختلف سرب (صفر، 250، 500 و 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم) آلوده شد. خاک آلوده شده استریل و سپس مایه­زنی مخلوط سه گونه­ قارچ­­­ گلوموسو مخلوط سه گونه باکتری­ سودوموناس انجام شد. گیاه بنگ­دانه در این خاک­ها کشت گردید. نتایج نشان داد قارچ­ های گلوموس و باکتری­های سودوموناس مقدار پرولین، زیست­فراهمی سرب، زیست توده ریشه و شاخساره و مقدار سرب تثبیت شده و استخراج شده توسط بنگ­دانه را به­طور معنی­داری (05/0p≤) نسبت به تیمار شاهد افزودند. قارچ­های­ گلوموس و باکتری­های سودوموناس، مقدار سرب استخراج شده توسط شاخساره را به­ترتیب بیش­ از 7/2 و 2 و مقدار سرب تثبیت شده در ریشه را به­ترتیب بیش از 1/3 و 9/1 برابر نسبت به تیمارهای مشابه در شاهد افزایش دادند. می­توان نتیجه­گیری کرد که میکروب­های مورد مطالعه عواملی نوید بخش برای کاهش سمیت سرب در بنگ­دانه و افزایش کارآیی پالایش­سبز سرب توسط گیاه هستند.

 

واژه‎های کلیدی: بنگ­دانه، پالایش­سبز، سرب، سودوموناس،  گلوموس

 

 

 

 

 

 

 


Induction Effect of Some Species of Glomus andPseudomonas in Phytoremediation of Soil Pb by Hyoscyamus (Hyoscyamus niger)

 

A Karimi1, H Khodaverdiloo2,* and MH Rasouli Sadaghiani2

 

Received:13 February 2012   Accepted: 21 November 2012

1-Graduated M.Sc student, Dept. of Soil Sci., Urmia Univ., Iran.

2-Assist. Prof., Dept. of Soil Sci., Urmia Univ., Iran.

*Corresponding Author E-mail:h.khodaverdiloo@urmia.ac.ir

 

Abstract

Phytoremediation, the use of plants in association with microorganisms for remediation of contaminated sites, is a promising technique for reclamation of heavy metals contaminated soils. In this research the role of selected species of Glomus (G. intraradices، G. mosseae و G. fasciculatum) and Pseudomonas (P. putida، P. fluorescens و P. aeruginosa) in phytoremediation of soil Pb contamination by Hyoscyamus(Hyoscyamus niger) was investigated. This study was carried out in greenhouse condition as a factorial experiment based on a randomized complete block design with two factors including Pb concentration (in four levels) and microbial treatment (in three levels) and in three replications under greenhouse conditions. A soil sample was spiked uniformly with Pb-nitrate salt to create different Pb concentrations (0, 250, 500 and 1000 mg kg-1). The contaminated soils were then sterilized and subsequently inoculated with the species of Glomus fungi and Pseudomonas bacteria. Hyoscyamusplant was grown in these soils.Results indicate that Glomus fungi and Pseudomonas bacteria increased significantly (P≤ 0.05) the amount of proline, soil bioavailable Pb, biomass of root and shoot and the amount of Pb was stabilized and extracted by Hyoscyamusnigerascompared to the control treatment. Glomus fungi and Pseudomonas bacteria increased the amounts of extracted Pb by shoots up to 2.7 and 2 times and the stabilized Pb in roots up to 3.1 and 1.9 times higher than corresponding control treatments, respectively. It can be concluded that the studied microbes are promising agents to alleviate Pb phytotoxicity and to enhance Pb phytoremediation efficiency by Hyoscyamus.

 

KeyWords: Glomus, Hyoscyamus niger,Pb,Phytoremediation,Pseudomonas.

 


مقدمه

پیشرفت سریع فناوری در دهه­های اخیر با وجود مزایای فراوانی که برای بشر داشته، منابع­طبیعی و اجزای محیط­زیست را در معرض آلاینده­های مختلف از جمله فلزات سنگین قرار داده است. آلودگی اراضی کشاورزی به فلزات سنگین مانند سرب، کادمیم، روی و نیکل از منابعی نظیر کودهای شیمیایی فسفاته، کاربرد لجن فاضلاب، پساب­های شهری و فاضلاب­های­ خانگی یکی از مشکلات مهم و تهدیدهای جدی برای محیط­زیست و سلامت انسان است (خان 2005). در کشورهای در حال توسعه مانند ایران نیز به دلیل فشارهای اقتصادی و صنعتی شدن، آلودگی فلزی رفته رفته به عنوان واقعیتی انکارناپذیر درمی­آید. لذا شناخت مسایل محیط­زیست و روش­های حفاظتی پیش از آنکه دیر شده باشد، بسیار ضروری است (خداوردی­لو 1385). سرب یکی از فلزات سنگین فوق العاده سمّی است که اثرات آن بر سلامتی انسان در دراز مدت نمایان می­گردد (خان 2005).

در سال­های گذشته روش­های فیزیکی و شیمیایی گوناگونی برای پالایش خاک­های آلوده ارائه شده و مورد استفاده قرار گرفته­اند (مولیگان و همکاران 2001). اغلب این روش­ها پرهزینه­ و ناکارآمد بوده و همچنین در پایان موجب آلودگی بخشی دیگر از محیط­زیست می­شوند (پنگ و همکاران 2009). بنابراین ارائه روش­هایی کارآمد که ضمن رفع آلودگی، کم­هزینه بوده و آثاری ناخواسته بر محیط­زیست نداشته باشند، ضروری است. پالایش­سبز یکی از روش­های نویدبخش در پالایش خاک­های آلوده به فلزات سنگین است که در این روش از گیاهان برای پالایش آلاینده­های خاک استفاده می­شود (خان 2005). پالایش­سبز با وجود داشتن برتری­هایی چند، اما کاستی­هایی نیز دارد. ازجمله این کاستی­ها زیست­فراهمی اندک فلزات ­سنگین برای گیاهان و تولید زیست­توده­ی کم گیاهان بیش­اندوز می­باشد (مولیگان و همکاران 2001، خداوردی­لو و همایی 2008).

اخیراً استفاده از توانایی ریزجانداران ریزوسفر برای چیرگی بر کاستی­های پالایش­سبز خاک­های آلوده به فلزات سنگین مورد توجه قرار گرفته است (ما و همکاران 2011). از جمله این ریزجانداران خاک قارچ­ریشه­های آربوسکولار (AMF) و باکتری­های افزاینده رشد گیاه (PGPR) می­باشند. نتایج مطالعات نشان داده که این ریزجانداران نسبت به تنش فلزات سنگین بردبار بوده و زیست­توده گیاهان را در خاک­های آلوده به فلزات سنگین می­افزایند. (جمال و همکاران 2002، گلیک 2003، گری گوریو و همکاران 2006، کریمی و همکاران 2011). این ریزجانداران همچنین زیست­فراهمی فلزات سنگین در ریزوسفر را افزایش می­دهند و از این راه گیاهان را در جذب بیش­تر فلزات از خاک توانا می­سازند. (خان  2001).

قارچ­ریشه­های آربوسکولار‎از مهم­ترین ریزجانداران خاک بوده که در همزیستی با گیاهان، رشد و سلامتی آن­ها را بوسیله­ی بهبود تغذیه­ی معدنی و یا افزایش بردباری به تنش­های محیطی بهبود می­بخشند (کلارک و زیتو 2000).  بافیل و همکاران (2008) گزارش کردند که در اثر استفاده از زادمایه قارچ­ریشه­های آربوسکولار، زیست­توده گیاه اکالیپتوس در خاک­های آلوده به سرب افزایش می­یابد. نتایج برخی پژوهش­ها نشان داده که نوع قارچ­ریشه می­تواند تاثیرات متفاوتی در جذب و پالایش فلزات سنگین داشته باشد. برای مثال آووتوی و همکاران (2009) گزارش کردند کارآیی قارچ­ G. intraradicesدر افزایش جذب سرب و کادمیم توسط گیاه آفتابگردان نسبت به قارچ­ G .mosseaeبیش­تر بود.

باکتری­های ریزوسفری افزاینده رشد گیاه گروهی از ریزجانداران خاک هستند که در شرایط مختلف از جمله آلودگی خاک­ها به فلزات سنگین می­توانند از طریق راهکارهای گوناگون از جمله انحلال فسفات­های نامحلول تشکیل کمپلکس سیدروفور- آهن تولید آنزیم ACC دآمیناز باعث تحریک و بهبود رشد گیاهان شوند (بلیموو و همکاران 2004، ارشد و همکاران 2007، ما و همکاران 2011). PGPR همچنین می­توانند با افزایش مقاومت گیاهان به تنش فلزات سنگین و افزایش ریشه­زایی و زیست­توده گیاهان و همچنین افزایش جذب فلزات سنگین توسط گیاهان، کارآیی پالایش­سبز را بیفزایند (ما و همکاران 2011). براود و همکاران (2009) گزارش کردند که مایه­زنی باکتری P. aeruginosa در خاک­های آلوده به سرب سبب افزایش زیست­فراهمی سرب و در نتیجه افزایش جذب سرب توسط گیاهان می­شود.

آلودگی سربی در ایران در سال­های اخیر افزایش چشم­گیری داشته است. با توجه به این­که در بیش­تر پژوهش­ها نقش گونه­های قارچ گلوموس و باکتری سودوموناس در پالایش­سبز فلزات سنگین به­طور جداگانه بررسی شده است. در این پژوهش نقش تحریکی برخی گونه­های قارچ گلوموس (G. intraradices، G. mosseae و G. fasciculatum) و باکتری سودوموناس (P. putida، P. fluorescens و P. aeruginosa) به­صورت ترکیبی از گونه­ها، در پالایش­سبز خاک آلوده به سرب توسط بنگ­دانه (Hyoscyamus niger) در شرایط گلخانه­ای مورد بررسی قرار گرفت. بر اساس پژوهش‎های پیشین، تلقیح توأم سویه‌های میکروبی نسبت به شرایط تک‌تلقیح آنها اثراتی چشمگیرتر داشته است (برای نمونه، رایان و همکاران 2003).

 

مواد و روش­ها

برای انجام این پژوهش از یک نمونه خاک با مشخصات Inceptisols Typic Halaquepts Fine, mixed, mesic واقع در استان آذربایجان غربی نمونه­برداری شد. این خاک پس از هواخشک شدن به دو بخش تقسیم گردید. یک بخش آن برای انجام آزمایشات فیزیکی و شیمیایی از الک دو میلی­متری عبور داده شد. برخی ویژگی­های فیزیکوشیمیایی خاک به روش­های استاندارد ( کارتر و گری گوریچ 2008) اندازه­گیری شد. بخش دوم نمونه­های خاک به گلخانه پژوهشی گروه علوم­خاک دانشکده کشاورزی دانشگاه ارومیه، انتقال داده شد و پس از عبور از الک پنج میلی­متری با غلظت­های مختلف سرب آلوده شد. برای آلوده کردن خاک، ابتدا مقدار لازم نیترات­سرب Pb(NO3)2 برای آلوده کردن جرم مشخصی از خاک محاسبه شد. سپس، جرم محاسبه شده­ نمک به یک کیلوگرم از خاک افزوده شد و کاملاً با آن مخلوط گردید تا پیش­ماده­ای همگن بدست آید. نیتروژن افزوده شده به خاک توسط نمک نیترات سرب، با افزودن مقادیر محاسبه شده اوره به تیمارهای مختلف تصحیح شد. این پیش­ماده­ی آلوده سپس به­طور کامل با توده خاک مخلوط گردید. بر پایه مطالعات پیشین (خداوردی­لو و حمزه­نژاد 1390، خداوردی­لو و همکاران 2012)، خاک آلوده به­مدت پنج ماه در معرض تناوب­های تر و خشک شدن و به­مدت 18 ماه دیگر در شرایط هواخشک قرار گرفت تا توزیع سرب در خاک به شرایط آلودگی درازمدت و طبیعی­ نزدیک­تر شود. نمونه­های خاک آلوده شده پس از الک کردن در اتوکلاو در دو نوبت در دمای 121 درجه سانتی­گراد و فشار 5/1 بار در داخل کیسه­های کنفی استریل شدند. گلدان­ها نیز با الکل استریل سطحی شدند. خاک­های استریل در گلدان­هایی با ظرفیت تقریبی 5/2 کیلوگرم ریخته شدند. برای اعمال تیمارهای میکروبی، در تیمارهای مربوط به قارچ گلوموس قبل از کشت، در زیر بذرها مقدار 25 گرم از زادمایه بصورت لایه­ای به ضخامت تقریبی 2 سانتی­متر اضافه شد. تیمار قارچ­ شامل ترکیبی از زادمایه قارچ­های جنس گلوموسشامل گونه­های G. intraradices، G. mosseae و G. fasciculatum بود. تعداد کل اسپورهای قارچی زادمایه، 250 اسپور در هر 50 گرم زادمایه بود. برای تیمار باکتریایی مقدار 15 میلی­لیتر از محیط کشت مایع Nutrient Broth حاوی باکتری­ها به گلدان­ها مایه­زنی گردید. تیمار باکتریایی شامل ترکیبی از باکتری­های سودوموناس از سه گونه­ی پوتیدا (P. putida)، فلورسنس (P. fluorescens) و آئروژینوزا (P. aeruginosa) بود که به مدت 48 ساعت در دمای 28 درجه سانتی­گراد در انکوباتور در محیط کشت مایع Nutrient Broth رشد کرده بودند. جمعیت این باکتری­ها حدود (CFU ml-1) 108 × 6/2 بود. گفتنی است با اینکه P. aeruginosa گاهی می­تواند بیماریزا باشد، بندرت در افراد سالم منجر به بیماری می‌گردد (آرون و همکاران 2010). این گونه گاهی نسبت به گونه­های Putida و fluorescens توانایی بالاتری در تولید متابولیتهای محرک رشد (اکسین)، سیدروفور، فنازین و سیانید هیدروژن دارد و لذا بعنوان زادمایه میکروبی در کشاورزی استفاده می‌شود (برای نمونه، شارما و همکاران 2003). 

این پژوهش در شرایط گلخانه به­صورت آزمایش فاکتوریل با دو فاکتور غلظت سرب (در چهار سطح) و تیمار میکروبی (در سه سطح) در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی و در سه تکرار انجام شد.

پس از اعمال تیمارها و رساندن رطوبت گلدان­ها به ظرفیت مزرعه، در هر گلدان 6 تا 8 بذر گیاه بنگ­دانه با فواصل منظم در گلدان­های مورد نظر کشت گردید. گیاه یاد شده در گلدان­ها کاشته شده و پس از آبیاری تا حد ظرفیت مزرعه وزن شدند. وزن هر گلدان در رطوبت ظرفیت مزرعه بر روی آن یادداشت ­شد تا در مراحل بعدی آبیاری برای جلوگیری از هر گونه تنش رطوبتی آبیاری گردد. آبیاری و نگه­داری گلدان­ها در شرایط گلخانه با دمای حداقل 15 و حداکثر 30 درجه سلسیوس انجام شد. در پایان ماه پنجم ارتفاع گیاهان اندازه­گیری شد. سپس شاخساره­های گیاهان از رویه­ی خاک بریده شدند. ریشه­ گیاهان نیز به آرامی از خاک گلدان­ها جدا شد. مقداری (حدود یک گرم) از ریشه­های ریز و ظریف  برای رنگ­آمیزی جهت تعیین درصد کلنیزاسیون ریشه­ در محلول اتانول 50 درصد نگه­داری شدند.

نمونه­های گیاهی پس از شستشو با آب مقطر و خشک کردن، به درون پاکت­های کاغذی منتقل شدند و به­مدت 72 ساعت در آون و در دمای 70 درجه سلسیوس قرار داده شدند. نمونه‌ها پس از خشک شدن و توزین ماده­خشک، با استفاده از آسیاب برقی با محفظه تمام استیل آسیاب شدند. نمونه­های آسیاب شده تا زمان عصاره­گیری در ظروف پلاستیکی (که قبلا با اسید رقیق شسته شده بودند) نگهداری شدند. برای ارزیابی اثرات آلودگی سربی خاک و مایه­زنی ترکیب گونه­های قارچ گلوموس و باکتری سودوموناسبر عملکرد گیاه، عملکرد نسبی ماده خشک شاخساره آن­ نیز به صورت زیر محاسبه شد :

]1[  

 

که در آن RY عملکرد نسبی گیاه، Yiعملکرد ماده خشک گیاه در هر تیمار و Y0عملکرد ماده خشک گیاه در شرایط بدون سرب و در تیمارشاهد (بدون مایه­زنی با میکروب­ها) است (خداوردی­لو و همکاران 2011).

 برای بررسی تاثیر آلودگی سربی بر قارچ­ریشه­ها، درصد کلنیزاسیون ­ریشه اندازه­گیری شد. درصد کلنیزاسیون ریشه با روش رنگ­آمیزی با محلول رنگی تریپان بلو و شمارش خطوط تلاقی شبکه اندازه­گیری شد (گیووانتی و موسی 1980).

برای اندازه­گیری پرولین از روش بیتز و همکاران (1973) استفاده شد. زیست­فراهمی سرب در خاک نیز پس از برداشت گیاهان به­روش عصاره­گیری با نیترات آمونیوم 1 نرمال اندازه­گیری شد (لانگر و همکاران 2009). در این پژوهش از روش اکسیداسیونِ تر برای عصاره­گیری سرب کل از گیاه استفاده شد (گیوپتا 2000) و غلظت سرب، با دستگاه جذب اتمی اسپکترومتری (Shimadzu6300 AA) قرائت شد.

در هر سطح آلودگی خاک، مقادیر سرب استخراج شده توسط شاخساره گیاه و سرب تثبیت شده در ریشه آن با استفاده از روابط 2 و 3 تعیین شد (خداوردی­لو و همکاران 2011):

]2[ 

 

که در این رابطه  سرب استخراج شده توسط شاخساره گیاه (mg pot-1)،  غلظت سرب در شاخساره گیاه (mg kg-1) و  عملکرد شاخساره گیاه (kg pot-1) در سطوح مختلف آلودگی سربی است.

]3[ 

 

 

که در این رابطه غلظت سرب در ریشه گیاه (mg kg-1)، عملکرد ریشه گیاه (kg pot-1) و سرب تثبیت شده در ریشه گیاهان (mg pot-1) در سطوح مختلف آلودگی سربی است.

فاکتور انتقال گیاهی شاخص مناسبی برای ارزیابی توانایی گیاه و نیز تاثیر ترکیب گونه­های قارچگلوموس و باکتریسودوموناس در انتقال سرب از ریشه به شاخساره گیاه است. به­همین دلیل این شاخص با استفاده از رابطه 4 تعیین شد: 

 

]4[ 

 

که در آن وبه­ترتیب غلظت سرب در شاخساره و ریشه گیاه و TF فاکتور انتقال سرب از ریشه به شاخساره است (گیوپتا و همکاران 2008(

برای ارزیابی تاثیر ترکیب گونه­های قارچ گلوموس و باکتری سودوموناسدر افزایش نسبی استخراج و تثبیت سرب توسط گیاه و مقایسه آن­ها به­ترتیب از روابط 5 و 6 استفاده شد:

 

]5[ 

 

که در این رابطهافزایش نسبی مقدار سرب استخراج شده توسط گیاه بر اثر تیمار میکروبی و به­ترتیب مقادیر سرب استخراج شده در تیمارهای میکروبی و تیمار شاهد است.

 

]6[ 

 

که در این رابطهافزایش نسبی مقدار سرب تثبیت شده در ریشه گیاه بر اثر تیمار میکروبی

 

و و به­ترتیب مقادیر سرب تبیت شده در تیمارهای میکروبی و تیمار شاهد است.

برای ارزیابی توانایی گیاه و نیز تاثیر قارچ­های گلوموس و باکتری­های سودوموناس در پالایش سطوح مختلف آلودگی سربی، ضریب تغلیظ زیستی سرب در ریشه و شاخساره گیاهان تعیین شد:

 

]7[     

 

که در آن BCF، ضریب تغلیظ زیستی ریشه یا شاخساره برای پالایش سطوح مختلف آلودگی سربی، CP غلظت سرب در ریشه یا شاخساره گیاه و CS غلظت سرب در خاک است (خداوردی­لو و همکاران 2011). 

تجزیه و تحلیل آماری داده­های به­دست آمده از این پژوهش با استفاده از نرم­افزار آماری SAS و مقایسه میانگین داده­ها نیز با استفاده از آزمون چند دامنه­ای دانکن و در سطح احتمال پنج درصد انجام شد. رسم نمودارها نیز با استفاده از نرم­افزار Excel انجام شد.

 

نتایج و بحث

جدول 1 برخی ویژگی­های فیزیکی و شیمیایی خاک­ مورد مطالعه را نشان می­دهد. این خاک دارای بافتی متوسط، pH آن در محدوده­ی خاک­های آهکی، کمی شور و غیر سدیمی بود. خاک مورد مطالعه با توجه به حدود مجاز گزارش شده در منابع (کارینی 1995)، غیرآلوده به فلزات سنگین بود (جدول 2).

 


جدول 1- برخی ویژگی­های فیزیکی وشیمیایی خاک­ مورد مطالعه

pH

 

کربنات کلسیم

 معادل

سدیم تبادلی

 

هدایت الکتریکی

عصاره اشباع

 

ظرفیت تبادل کاتیونی

 

کلاس بافتی

 

مواد آلی

رس

سیلت

شن

ویژگی

 

(%)

 

(dS m-1)

(cmolckg-1)

 

 

(g kg-1)

واحد

1/8

 

5/30

3

 

5/2

 

1/22

 

لوم

 

9/26

274

403

323

مقدار

جدول 2- غلظت اولیه برخی عناصر در خاک­ مورد مطالعه

مس کل

روی کل

آهن کل

کادمیم کل

سرب کل

 

سولفات محلول

کلر محلول

بی­کربنات محلول

کربنات محلول

پتاسیم محلول

سدیم محلول

منیزیم محلول

کلسیم محلول

ویژگی

(mg kg-1)

 

(mg L-1)

واحد

11/14

62

5/295

47/1

42/21

 

8/3

2/15

6/5

8/0

0/0

8/23

4/0

2/1

مقدار

 

 

شکل 1 درصد کلنیزاسیون ریشه گیاه بنگ­دانه را در تیمار گلوموس در سطوح مختلف آلودگی سربی خاک نشان می­دهد. این در حالی است که در تیمارهای شاهد و سودوموناس کلنیزاسیون ریشه مشاهده نشد. درصد کلنیزاسیون ریشه گیاه با افزایش غلظت سرب در خاک به­طور معنی­داری (05/0p≤) کاهش یافت. کاهش کلنیزاسیون ریشه احتمالاً به دلیل کاهش زیست­توده و عملکرد ریشه گیاه و در نتیجه کاهش احتمالی ترشحات ریشه بود (جدول 3). کاهش کلنیزاسیون ریشه در شرایط تنش فلزات سنگین به­عنوان یک راهکار سازگاری در شرایط سمیت فلزات سنگین معرفی شده است (ایوده و همکاران 2002). برخی پژوهش­ گران کاهش کلنیزاسیون ریشه را راهکاری برای محدود کردن جذب اضافی برخی از فلزات سنگین از طریق ریسه­های قارچی گزارش کردند (ایوده و همکاران 2002، هاوسیپیان و گریپسون 2004). در حالی­که برخی دیگر کاهش کلنیزاسیون ریشه­ها را در نتیجه اثرات سمی فلزات سنگین روی اندام­های قارچ­ریشه­های آربوسکولار بیان نموده­اند (آریاگادا و همکاران 2005). نتایج برخی پژوهشگران نیز با نتایج این پژوهش مشابه بود. برای مثال هاوسیپیان و گریپسون (2004) گزارش کردند توانایی کلنیزاسیون قارچ­ریشه­های همزیست با ذرت در خاک­های آلوده به سرب کاهش می­یابد.

 

 

                         شکل 1- درصد کلنیزاسیون ریشه بنگ­دانه در تیمار گلوموس در سطوح مختلف سرب در خاک

 

 

با افزایش غلظت سرب در خاک مقدار پرولین تولید شده در شاخساره گیاه بنگ­دانه در همه­ی تیمارها به­طور معنی­داری (05/0p≤) افزایش یافت (جدول 3). اختلاف میان مقدار پرولین در تیمارهای مختلف، در غلظت صفر معنی­داری (05/0p≤) نبود. این در حالی است مقدار پرولین در غلظت­های بالای سرب (250،500 و 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم) در تیمارهای گلوموس و سودوموناس به­طور معنی­داری بیش­تر از تیمار شاهد (05/0p≤) بود. اما اختلاف تیمارهای گلوموس و سودوموناس معنی­دار (05/0p≤) نبود. در شرایط تنش فلزات سنگین مقدار آمینواسیدهای گیاه به­ویژه پرولین تغییر می­کند (ژانگ و همکاران 2010). یکی از دلایل تولید بیش­تر پرولین در تیمارهای گلوموس و سودوموناس نسبت به تیمار شاهد، غلظت بیش­تر سرب در گیاه در این تیمارها بود. از جمله دلایل دیگر این نتیجه احتمالا مربوط به تولید هورمون آبسیزیک اسید توسط این میکروب­ها است، زیرا این هورمون تولید اسیدهای آمینه به­ویژه پرولین را افزایش می­دهد و سازش با تنش را بهبود می­بخشد (مونس و همکاران 2002). با افزایش غلظت سرب در خاک، عملکرد و عملکرد نسبی ماده خشک شاخساره­ی گیاه در تیمارهای شاهد و سودوموناس به­طور معنی­داری (05/0p≤) کاهش یافت (جدول 3). در حالی­که کاهش عملکرد ماده خشک در تیمار گلوموس در غلظت­های 250 و 500 میلی­گرم بر کیلوگرم معنی­دار (05/0p≤) نبود و این کاهش تنها در غلظت 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم معنی­دار (05/0p≤) بود. کاهش عملکرد شاخساره گیاه، با افزایش سطوح سرب در خاک، به­دلیل افزایش غلظت سرب­ در شاخساره گیاهان (جدول 4) و سمیت ناشی از آن  بود. در همه سطوح سرب در خاک، مقادیر عملکرد شاخساره گیاه در تیمارهای گلوموس و سودوموناس به­طور معنی­داری (05/0p≤) بیش­تر از تیمار شاهد بود. 

مقایسه میانگین داده­های مربوط به عملکرد نسبی شاخساره نیز نشان می­دهد که عملکرد شاخساره گیاه در تیمارهای گلوموس و سودوموناس به­ترتیب در غلظت­های 500 و 250 میلی­گرم سرب بر کیلوگرم خاک بیش­تر از عملکرد گیاه در غلظت صفر تیمار شاهد است (جدول 3). همچنین در هر سطح از غلظت سرب در خاک، مقادیر ماده خشک شاخساره در تیمار گلوموس  بیش­تر از تیمار سودوموناس بود. هر چند که اختلاف آن­ها تنها در غلظت 1000 میلی­گرم سرب بر کیلوگرم خاک معنی­دار (05/0p≤) بود. که این احتمالاً به­دلیل غلظت بیش­تر سرب در تیمار سودوموناس بود. این نتایج نشان می­دهد که قارچ­های گلوموس نسبت به باکتری­هایسودوموناسدر افزایش عملکرد شاخساره گیاه بنگ­دانه موثرترند.

با افزایش غلظت سرب در خاک، غلظت سرب در شاخساره گیاه بنگ­دانه در همه­ی تیمارها به­طور معنی­داری (05/0p≤) افزایش یافت (جدول 4). استفاده از باکتری­های سودوموناس و قارچ­های­ گلوموس سبب افزایش معنی­دار (05/0p≤) غلظت سرب در شاخساره گیاه بنگ­دانه نسبت به تیمار شاهد شد. غلظت سرب در شاخساره بنگ­دانه در تیمار سودوموناس در تمامی سطوح سرب در خاک بیش­تر از تیمار گلوموس بود. با افزایش غلظت سرب در خاک از صفر تا 500 میلی­گرم بر کیلوگرم، مقدار سرب در شاخساره گیاه به­طور معنی­داری (05/0p≤) افزایش یافت. اما پس از آن با افزایش غلظت سرب خاک از 500 به 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم این مقدار به­طور معنی­داری (05/0p≤) کاهش یافت (جدول 4). که این به­دلیل کاهش عملکرد گیاه در تیمارهای گلوموس و سودوموناس در غلظت 1000 میلی­گرم سرب بر کیلوگرم خاک نسبت به سایر سطوح سرب در خاک بود (جدول 3). مقایسه میانگین داده­ها نشان داد که مقدار سرب استخراج شده توسط شاخساره بنگ­دانه در تیمارهای گلوموس و سودوموناس به­طور معنی­داری (05/0p≤) بیش­تر از تیمار شاهد بود. در حالی­که تیمارهای گلوموس و سودوموناساختلاف معنی­داری (05/0p≤) نداشتند و مقادیر آن­ها تقریباً مشابه بود. بیش­تر پژوهشگران افزایش جذب سرب در اثر مایه­زنی قارچ­­های آربوسکولار و باکتری­های افزاینده رشد گیاه را به افزایش زیست­توده گیاه و به­وجود آمدن اثر رقت (dillution effect)، نسبت داده­اند (آریاگادا و همکاران 2005، پونامیا و همکاران 2010، داری و همکاران 2010). اما نتایج این پژوهش برخلاف نتایج آن پژوهشگران بود. چرا که افزون بر افزایش عملکرد گیاه، غلظت سرب در گیاه نیز بیش­تر بود. با توجه به نتایج این پژوهش به­نظر می­رسد که قارچ­­ گلوموس و باکتری­ سودوموناس آستانه تحمل گیاه را به سمیت سرب افزایش می­دهند. یکی از دلایل این موضوع احتمالا جذب بیش­تر عناصر غذایی ضروری توسط گیاه می­باشد (چن و همکاران 2006، گوهری و پازکوفسکی 2006، ژانگ و همکاران 2010). زیرا یکی از دلایل کاهش

 

عملکرد گیاهان در خاک­های آلوده به سرب، کاهش جذب عناصر غذایی ضروری توسط گیاهان است. ریسه­های قارچ­ آربوسکولار نسبت به ریشه­های گیاهان، در برابر تنش فلزات سنگین، حساسیت کمتری دارند، بنابراین گسترش ریشه­ها و جذب آب و عناصر غذایی، رشد و عملکرد گیاهان را در خاک­های آلوده به فلزات سنگین افزایش می­دهد (جونر و لیوال 1997). باکتری­های سودوموناس نیزبا تولید هورمون ایندول استیک اسید (IAA) و تولید آنزیم ACC دآمیناز، تولید سیدروفور، تولید انواع هورمون­های افزاینده رشد گیاه و ویتامین­ها، افزایش جذب عناصر غذایی ضروری و در نتیجه عملکرد گیاهان را در خاک­های آلوده به فلزات سنگین افزایش می­دهند (شنگ و همکاران 2008، ما و همکاران 2011). سودوموناس­های مورد مطالعه در این پژوهش دارای توان تولید هورمون ایندول استیک اسید (IAA)، آنزیم ACC دآمیناز، سیدروفور بودند (رسولی صدقیانی و همکاران 1385).

 

 

جدول 3-  مقایسه میانگین مقادیر پرولین، سرب زیست­فراهم و عملکرد در سطوح مختلف سرب در خاک در تیمارهای شاهد، سودوموناس و گلوموس

گلوموس

سودوموناس

شاهد

کل سرب افزوده شده

به خاک (mg kg-1)

 

       پرولین (mg g-1DW)

 

43/0 ± 11/0d,a

39/0 ± 02/0d,a

36/0 ± 06/0c,a

0

63/2 ± 20/0c,a

10/2 ± 19/0c,a

21/1 ± 13/0c,b

250

82/3 ± 11/0b,a

76/3 ± 12/0b,a

93/1 ± 12/0b,b

500

93/4 ± 14/0a,a

93/4 ± 41/0a,a

32/3 ± 11/0a,b

1000

                                                    زیست­فراهمی سرب خاک (mg kg-1)

95/1 ± 52/0d,a

93/1 ± 21/0d,a

07/1 ± 13/0d,b

0

09/5 ± 54/0c,a

08/5 ± 16/0c,a

99/3 ± 23/0c,b

250

52/8 ± 40/0b,a

39/8 ± 26/0b,a

87/5 ± 13/0b,b

500

25/11 ± 34/0a,a

11/11 ± 41/0a,a

93/8 ± 17/0a,b

1000

                                                    ماده خشک شاخساره (g pot-1)

67/4 ± 3/0a,a

73/4 ± 21/0a,a

19/4 ± 22/0a,b

0

63/4 ± 16/0a,a

40/4 ± 14/0b,a

42/3 ± 18/0b,b

250

49/4 ± 12/0a,a

13/4 ± 06/0c,a

48/2 ± 25/0c,b

500

24/3 ± 08/0b,a

24/2 ± 06/0d,b

83/1 ± 23/0d,c

1000

                                                    ماده خشک نسبی شاخساره

13/1 ± 07/0a,a

12/1 ± 05/0a,a

1 ± 05/0a,b

0

1/1 ± 04/0a,a

05/1 ± 03/0b,a

82/0 ± 04/0b,b

250

07/1 ± 03/0a,a

98/0 ± 02/0c,a

59/0 ± 06/0c,b

500

77/0 ± 02/0b,a

53/0 ± 01/0d,b

44/0 ± 05/0d,c

1000

                                                     ماده خشک ریشه (g pot-1)

68/4 ± 11/0a,a

74/4 ± 25/0a,a

98/2 ± 27/0a,b

0

06/4 ± 17/0b,a

80/3 ± 29/0b,a

70/2 ± 38/0ab,b

250

55/3 ± 12/0c,a

02/3 ± 17/0c,b

21/2 ± 18/0b,c

500

24/3 ± 08/0c,a

44/2 ± 22/0d,b

06/2 ± 06/0b,c

1000

                                                    ماده خشک نسبی ریشه

57/1 ± 03/0a,a

59/1 ± 08/0a,a

1 ± 09/0a,b

0

36/1 ± 05/0b,a

27/1 ± 09/0b,a

9/0 ± 13/0a,b

250

19/1 ± 03/0c,a

01/1 ± 06/0c,b

74/0 ± 06/0b,c

500

09/1 ± 13/0c,a

82/0 ± 07/0d,b

69/0 ± 02/0b,b

1000

حروف بالانویس اول و دوم بر روی هر عدد به ترتیب نشان دهنده اختلاف­ آماری (05/0p≤) در هر ستون و هر ردیف می­باشند.                        میانگین­های دارای حروف مشترک بر اساس آزمون چند دامنه­ای دانکن اختلاف معنی­داری (05/0p≤) ندارند.

اعداد مقابل داده­ها انحراف معیار داده­ها در سه تکرار را نشان می­دهند. 

 

 

 

جدول 4-  مقایسه میانگین مقادیر شاخص­های مختلف  گیاه، در سطوح مختلف سرب در خاک در تیمارهای شاهد،سودوموناس و گلوموس

شاهد                                    سودوموناس                                         گلوموس

کل سرب افزوده شده

به خاک (mg kg-1)

غلظت سرب در شاخساره (mg kg-1)

79/1 ± 11/0c,b

35/2 ± 28/0d,a

34/0 ± 07/0d,c

0

81/15 ± 01/2b,a

21/16 ± 59/1c,a

93/6 ± 83/0c,b

250

86/21 ± 89/2a,a

35/20 ± 63/0b,a

07/12 ± 69/0b,b

500

29/24 ± 82/0a,b

64/30 ± 87/2a,a

64/21 ± 19/1a,c

1000

سرب استخراج شده توسط گیاه (mg pot-1)

 

008/0 ± 001/0c,a

011/0 ± 000/0c,a

001/0 ± 000/0d,b

0

073/0 ± 009/0b,a

071/0 ± 005/0b,a

023/0 ± 003/0c,b

250

098/0 ± 012/0a,a

096/0 ± 009/0a,a

030/0 ± 004/0b,b

500

079/0 ± 003/0b,a

068/0 ± 005/0b,a

039/0 ± 005/0a,b

1000

غلظت سرب در ریشه (mg kg-1)

 

78/1 ± 18/0d,a

29/2 ± 28/0d,a

61/0 ± 18/0d,b

0

21/21 ± 01/2c,a

13/15 ± 59/1c,b

39/7 ± 44/0c,c

250

82/29 ± 89/2b,a

35/20 ± 63/0b,b

92/12 ± 55/0b,c

500

01/33 ± 82/0a,a

16/25 ± 87/2a,b

75/22 ± 42/0a,c

1000

سرب تثبیت شده در ریشه گیاه (mg pot-1)

 

008/0 ± 001/0b,a

011/0 ± 000/0b,a

001/0 ± 000/0d,b

0

073/0 ± 007/0a,a

071/0 ± 005/0a,b

023/0 ± 003/0c,c

250

105/0 ± 012/0a,a

096/0 ± 009/0a,b

030/0 ± 004/0b,c

500

107/0 ± 003/0a,a

068/0 ± 005/0a,b

039/0 ± 005/0a,b

1000

فاکتور انتقال گیاهی (TF)

 

01/1 ± 05/0a,a

02/1 ± 10/0b,a

00/1 ± 45/0a,a

0

85/0 ± 08/0a,b

25/1 ± 16/0ab,a

19/1 ± 10/0a,a

250

93/0 ± 17/0ab,b

59/1 ± 27/0a,a

05/1 ± 13/0a,ab

500

74/0 ± 13/0b,b

11/1 ± 08/0b,a

84/0 ± 07/0a,b

1000

ضریب تغلیظ زیستی (BCF) شاخساره*

 

083/0 ± 015/0a,b

109/0 ± 008/0a,a

015/0 ± 003/0c,c

0

058/0 ± 006/0b,a

059/0 ± 007/0b,a

025/0 ± 003/0a,b

250

03/0 ± 004/0c,b

044/0 ± 001/0bc,a

023/0 ± 001/0ab,c

500

023/0 ± 003/0c,b

030/0 ± 003/0c,a

021/0 ± 001/0b,c

1000

ضریب تغلیظ زیستی (BCF) ریشه*

 

083/0 ± 008/0b,a

107/0 ± 008/0a,a

028/0 ± 002/0a,b

0

109/0 ± 005/0a,a

075/0 ± 007/0b,b

027/0 ± 002/0a,c

250

057/0 ± 030/0c,a

048/0 ± 001/0c,b

025/0 ± 001/0a,c

500

032/0 ± 001/0d,a

024/0 ± 003/0d,b

022/0 ± 001/0a,b

1000

حروف بالانویس اول و دوم بر روی هر عدد به ترتیب نشان دهنده اختلاف­ آماری (05/0p≤) در هر ستون و هر ردیف می­باشند.

 میانگین­های دارای حروف مشترک بر اساس آزمون چند دامنه­ای دانکن اختلاف معنی­داری (05/0p≤) ندارند.

اعداد مقابل داده­ها انحراف معیار داده­ها در سه تکرار را نشان می­دهند.

*: غلظت اولیه سرب در خاک 42/21 میلی­گرم بر کیلوگرم بود، که در محاسبه BCF در نظر گرفته شد.

 

یکی دیگر از راهکارهای قارچ­های­­ گلوموس و باکتری­هایسودوموناس در کاهش اثر فلزات سنگین در گیاهان، افزایش مقدار پرولین است. پرولین در گیاهان سبب تنظیم فشار اسمزی، پایداری پروتئین­ها و محافظت از ساختارهای سلولی شده و در شرایط تنش­های محیطی به­ویژه تنش فلزات سنگین با افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدانی از جمله سوپراکسد دیسموتاز آسیب­های ناشی از گونه­های فعال اکسیژن را می­کاهد (اسچالر 2003، ژانگ و همکاران 2010).  قارچ­های­ گلوموس و باکتری­های سودوموناس در گیاهان احتمالا سبب کلاته شدن فلزات سنگین توسط لیگاند و به­دنبال آن محبوس کردن کمپلکس فلز- لیگاند در واکوئل می­باشد. حبس فلز­سنگین در واکوئل از گردش آزاد یون­های فلزات سنگین در سیتوزول جلوگیری می­کنند. به­همین دلیل بردباری گیاهان به تنش فلزات سنگین افزایش می­یابد (میرانصاری 2011).

کلاته شدن فلزات سنگین توسط اسیدهای آلی، اسیدهای آمینه و پلی پپتیدها صورت می­گیرد که از مهم­ترین ترکیبات آن­ها می­توان متالوتیونین­ها (MTS) و فیتوکلاتین­ها (PCS) را نام برد (میرانصاری 2011). همچنین راهکار مطرح دیگر در مورد کاهش سمیت فلزات سنگین در گیاهان مایه­زنی شده با AMF تحریک سیستم فنولیک گیاه به­واسطه کلنیزاسیون قارچ­های­ گلوموس است که در نتیجه تیول­هایی مانند گلوتاتیون تشکیل می­شوند. این ترکیب­ها از نظر ساختاری با فیتوکلاتین­ها ارتباط دارند و با تشکیل پیوند با فلز سنگین، در کاهش سمیت فلز در گیاه، نقش مهمی را ایفا می­کنند (مارکیوز و همکاران 2008). نتایج این پژوهش برخلاف نتایج برخی از پژوهشگران بود که گزارش کرده بودند قارچ­ آربوسکولار سبب کاهش جذب فلزات سنگین می­شود. (شتی و همکاران 1994، ژیو و همکاران  2001).

همان­طور که در جدول 3 نشان داده شده است، با افزایش غلظت سرب در خاک، عملکرد و عملکرد نسبی ماده­خشک ریشه­ی بنگ­دانه در همه تیمارها به­طور معنی­داری (05/0p≤) کاهش یافت. مقادیر عملکرد ریشه گیاه در تیمارهای گلوموس و سودوموناس در تمامی سطوح سرب در خاک به­طور معنی­داری (05/0p≤) بیش­تر از تیمار شاهد بود (جدول 3). عملکرد نسبی مقایسه میان تیمارها را بهتر نشان می­دهد. نتایج محاسبه عملکرد نسبی ماده­خشک ریشه نیز نشان داد که نه­تنها عملکرد ریشه در تمامی سطوح سرب در خاک در تیمارگلوموسبیش­تر از مقدار مشابه در تیمار شاهد بود، بلکه عملکرد ریشه حتی در غلظت 1000 میلی­گرم سرب بر کیلوگرم خاک در تیمار گلوموس بیش­تر از عملکرد ریشه در غلظت صفر در تیمار شاهد بود. در تیمار سودوموناس نیز عملکرد ریشه حتی در غلظت­های 250 و 500 میلی­گرم سرب بر کیلوگرم خاک بیش از عملکرد ریشه در غلظت صفر در تیمار شاهد بود (جدول 3). این نتایج و همچنین نتایج مربوط به عملکرد شاخساره تاثیر چشم­گیر تیمارهای میکروبی به­ویژه قارچ­ گلوموس را در افزایش عملکرد گیاه را به وضوح نشان می­دهد. کاهش عملکرد ماده­خشک ریشه گیاهان در اثر افزایش غلظت سرب در خاک ناشی از سمیت ایجاد شده توسط سرب می­باشد (کنکی و همکاران 2010). سرب از تقسیم سلول­های مریستمی و رشد سلول­های ریشه جلوگیری کرده و عملکرد ریشه گیاهان را کاهش می­دهد (کنکی و همکاران 2010). عملکرد ماده خشک ریشه بنگ­دانه در همه­ی سطوح سرب در خاک در تیمار مایه­زنی شده با گلوموس بیش­تر از تیمارهای سودوموناس و شاهد بود. این در حالی است که غلظت سرب نیز در ریشه گیاهان مایه­زنی شده با  گلوموس بیش­تر از تیمار سودوموناس و شاهد بود. این نتایج نشان­ می­دهد که این قارچ­ها توانایی بسیار بالایی در سمیت زدایی سرب و اندوزش آن در ریشه گیاه دارند. دلیل آن این است که این قارچ­ها با اندوزش فلزات سنگین به­شکل غیر سمی در ریشه­های گیاه همزیست و میسیلیوم­های برون­ریشه­ای به پایداری گیاهان و افزایش عملکرد آن­ها در خاک­های آلوده به فلزات سنگین کمک می­کنند (گنزالز-چاوز و همکاران 2004). نتایج پژوهش­­های مختلف نشان داده است که افزایش جذب عناصر غذایی، افزایش فعالیت آنزیم­های تجزیه­کننده گونه­های فعال اکسیژن از جمله سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات اکسیداز و تحریک سیستم فنولیک گیاه از دیگر دلایل کاهش سمیت سرب در ریشه­های گیاهان و افزایش عملکرد ماده خشک آن­ها در اثر مایه­زنی با قارچ­های گلوموس می­باشد (مارکیوز و همکاران 2008). گیاهان در پاسخ به تنش فلزات سنگین در خاک، هورمون اتیلن را تولید می­کنند که رشد ریشه گیاهان را کاهش می­دهد. در این شرایط باکتری­های سودوموناس می­توانند با تولید آنزیم ACC دآمیناز و کاهش اثرات تنشی اتیلن، رشد ریشه گیاهان را افزایش دهند (ارشد و همکاران 2007، ما و همکاران 2011).

با افزایش غلظت سرب در خاک، غلظت سرب در ریشه گیاه بنگ­دانه در همه­ی تیمارها به­طور معنی­داری (05/0p≤) افزایش یافت (جدول 4). غلظت سرب در ریشه بنگ­دانه در تمامی سطوح سرب در خاک، در تیمارهای گلوموس و سودوموناس به­طور معنی­داری (05/0p≤) بیش­تر از تیمار شاهد بود. غلظت سرب در ریشه گیاه در تیمارهای مختلف بدین­ترتیب بود: گلوموس>سودوموناس> شاهد. البته اختلاف میان تیمارهای گلوموس و سودوموناس در غلظت صفر سرب در خاک معنی­دار (05/0p≤) نبود.

با افزایش غلظت سرب در خاک مقدار سرب تثبیت شده در ریشه در تیمار شاهد به­طور معنی­داری (05/0p≤) افزایش یافت (جدول 4). در حالی­که در تیمارهای گلوموس و سودوموناس با افزایش غلظت سرب در خاک از صفر به 250 میلی­گرم بر کیلوگرم، مقدار سرب تثبیت شده در ریشه این گیاه به­طور معنی­داری (05/0p≤) افزایش یافت. اما پس از آن با افزایش غلظت سرب از 250 تا 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم مقدار سرب تثبیت شده، اگر چه افزایش یافت اما این افزایش  معنی­دار (05/0p≤) نبود که به­دلیل کاهش عملکرد ریشه این گیاه در تیمارهای گلوموس و سودوموناس در غلظت­های 500 و 1000 سرب در خاک بود (جدول 3). در غلظت صفر سرب در خاک مقدار سرب تثبیت شده در ریشه بنگ­دانه به ترتیب زیر بود: سودوموناس>گلوموس> شاهد. هرچند که اختلاف تیمارهای گلوموس و سودوموناس بسیار اندک بوده و معنی­دار (05/0p≤) نبود و این مقدار اندک به­دلیل عملکرد بیش­تر ریشه این گیاه در تیمار سودوموناس بود. در حالی­که در غلظت­های 250، 500 و 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم سرب در خاک این مقدار بدین­ترتیب بود:  گلوموس>سودوموناس> شاهد. البتَه در غلظت 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم اختلاف میان تیمارهای سودوموناس و شاهد معنی­دار (05/0p≤) نبود.

شکل (2 الف) میانگین مقدار سرب در سطوح مختلف سرب خاک، در ریشه و شاخساره گیاه را نشان می­دهد. با توجه به این شکل مقدار میانگین سرب استخراج شده در شاخساره بنگ­دانه در تیمارهای  گلوموس و سودوموناس به­ترتیب بیش­ از 7/2 و 2 برابر بیش­تر از مقدار مشابه در تیمار شاهد بود. همچنین مقدار سرب تثبیت شده در ریشه بنگ­دانه در تیمارهای گلوموس و سودوموناس به­ترتیب بیش­ از 1/3 و 9/1 برابر مقدار مشابه در تیمار شاهد بود. این نتایج نشان می­دهد که به­طور کلی در تیمار شاهد مقدار سرب در ریشه و شاخساره گیاه تقریباً یکسان بود. اما در تیمار سودوموناس مقدار سرب استخراج شده در شاخساره و در تیمار گلوموس سرب تثبیت شده در ریشه بیش­تر بود. شکل (2ب) میانگین مجموع مقدار سرب ریشه و شاخساره گیاه در سطوح مختلف سرب در خاک را نشان می­دهد. با توجه به این شکل میانگین مجموع مقدار سرب در ریشه و شاخساره بنگ­دانه، در سطوح مختلف سرب در خاک بدین ترتیب بود: گلوموس>سودوموناس> شاهد. این مقدار در تیمارهای گلوموس و سودوموناس به­ترتیب بیش­ از 9/2 و 2/2 برابر مقدار مشابه در تیمار شاهد بود.

دلیل بیش­تر بودن مقدار سرب تثبیت شده در ریشه گیاهان همزیست با قارچ­های­ گلوموس این است که این قارچ­ها می­توانند با غیرمتحرک­کردن فلزات سنگین در ریشه­­ها و زیست­توده قارچی سمیت آن­ها را کاهش داده و اندوزش آن­ها را در ریشه گیاهان افزایش دهند (جونر و لیوال 1997، میرانصاری 2011). همچنین قارچ­­های آربوسکولار به­دلیل داشتن شبکه ریشه­ای گسترده سطح جذب ریشه را به­طور چشم­گیری افزایش می­دهند، بنابراین کارآیی گیاهان همزیست با آن­ها در جذب عناصر کم­تحرک مانند سرب نیز افزایش می­یابد (گری گوریو و همکاران 2006 و خادی و همکاران 2009). بدین ترتیب قارچ­­های گلوموس می­توانند در تثبیت­ سبز فلزات سنگین موثر باشند. نتایج بسیاری از پژوهش­ها نیز با این نتایج مشابه بود. برای مثال سودووا و همکاران (2007) گزارش کردند قارچ­­ریشه­های آربوسکولار جذب و اندوزش سرب در ریشه ذرت را به­طور چشم­گیری افزایش می­دهند. با توجه به این نتایج می­توان گفت که مایه­زنی ترکیبی گونه­های G. intraradices، G. mosseae و G. fasciculatum از قارچ گلوموس می­تواند با افزایش جذب و اندوزش سرب در ریشه بنگ­دانه تثبیت سرب را افزایش دهد.

 

 

                          

شکل 2- میانگین مقدار سرب در ریشه و شاخساره گیاه (الف) و میانگین مجموع مقدار سرب در ریشه و شاخساره (ب) در سطوح مختلف سرب در خاک، در تیمارهای مختلف

 

 

با افزایش غلظت سرب در خاک فاکتور انتقال آن در تیمار گلوموس کاهش یافت (جدول 4). اگرچه این کاهش تنها در غلظت 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم معنی­دار (05/0p≤) بود. این در حالی است که در تیمارهای سودوموناس و شاهد به­ترتیب تا غلطت 500 و 250 میلی­گرم بر کیلوگرم افزایش، سپس کاهش یافت. البته این تغییرات در تیمار شاهد معنی­دار (05/0p≤) نبود. فاکتور انتقال سرب در غلظت صفر در تیمارهای مختلف تقریباً یکسان بود. اما در سایر غلطت­های سرب در خاک بدین­ترتیب بود: سودوموناس> شاهد >گلوموس (جدول 4). با توجه به این نتایج قارچ­ گلوموس سبب کاهش انتقال سرب از ریشه به شاخساره و باکتری­های سودوموناس سبب افزایش انتقال سرب از ریشه به شاخساره می­شوند. قارچ­ آربوسکولار سبب می­شوند که سرب در زیست­توده قارچی اندوزش یابد و غیر متحرک شود و انتقال آن به شاخساره کاهش یابد (جونر و لیوال 2001). این نتایج با نتایج ژانگ و همکاران (2010) که گزارش کرده بودند مایه­زنی قارچ­­های گلوموس سبب کاهش انتقال سرب از ریشه به شاخساره گیاه باقلا می­شود، مشابه بود.

شکل­ 3 روند تغییرات افزایش نسبی استخراج سرب و افزایش نسبی تثبیت سرب را نشان می­دهد. مقادیر این شاخص­ها با افزایش غلظت سرب در خاک به­طور معنی­داری (05/0p≤) کاهش یافت (شکل 3). این احتمالاً به­دلیل کاهش فراوانی و فعالیت باکتری­ها و قارچ­ها در اثر سمیت سرب بود. میان تیمارهای میکروبی از نظر مقدار افزایش نسبی استخراج سرب توسط بنگ­دانه اختلاف معنی­داری (05/0p≤) وجود نداشت (شکل 3الف). اگرچه این مقدار در غلظت صفر سرب در خاک، در تیمار سودوموناس بیش­تر از تیمار گلوموس بود. کاهش شاخص افزایش نسبی تثبیت سرب در تیمار سودوموناس نسبت به تیمار گلوموس چشم­گیرتر بود (شکل 3ب). این نتایج نقش تحریکی قارچ­های­ گلوموس را در افزایش تثبیت سرب در ریشه­های گیاهان و افزایش کارآیی تثبیت سبز به­وضوح نشان می­دهد.

مقادیر BCF شاخساره بنگ­دانه در تیمارهای AMF و PGPR با افزایش غلظت سرب در خاک از صفر تا 500 میلی­گرم بر کیلوگرم به­طور معنی­داری (05/0p≤) کاهش یافت (جدول 4). اما پس از آن کاهش BCF معنی­دار (05/0p≤) نبود. این در حالی­است که BCF شاخساره در تیمار شاهد در غلظت 250 میلی­گرم بر کیلوگرم بر خلاف تیمارهای گلوموس و سودوموناس به­طور معنی­داری (05/0p≤) افزایش یافت، اما در غلظت­های 500 و 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم تغییر معنی­داری (05/0p≤) مشاهده نشد. مقدار BCF شاخساره بنگ­دانه در تیمارهای مختلف بدین ترتیب بود: سودوموناس> گلوموس> شاهد. هر چند که اختلاف میان تیمارهای سودوموناس و گلوموس در غلظت 250 میلی­گرم بر کیلوگرم معنی­دار (05/0p≤) نبود (جدول 4).

با افزایش غلظت سرب در خاک مقدار BCF ریشه بنگ­دانه در تیمارهای شاهد و سودوموناس کاهش یافت (جدول 4). این در حالی­است که در تیمار گلوموس بر خلاف تیمارهای سودوموناس و شاهد مقدار BCF ریشه گیاه در غلظت 250 میلی­گرم بر کیلوگرم به­طور معنی­داری (05/0p≤) افزایش یافت، اما پس از آن با افزایش غلظت سرب در خاک BCF ریشه به­طور معنی­داری (05/0p≤) کاهش یافت. به­طور کلی مایه­زنی گلوموس و سودوموناس در تمامی سطوح سرب در خاک، سبب افزایش چشم­گیر BCF ریشه نسبت به تیمار شاهد شد. در غلظت صفر سرب در خاک اختلاف میان مقادیر BCF ریشه بنگ­دانه در تیمارهای گلوموس و سودوموناس معنی­دار (05/0p≤) نبود. اما در غلظت­های 250، 500 و 1000 میلی­گرم بر کیلوگرم مقدار BCF ریشه در تیمار گلوموس به­طور معنی­داری (05/0p≤) بیش­تر از تیمار سودوموناس بود. این نتایج نشان دهنده این است که هر دو تیمار گلوموس و سودوموناس سبب افزایش تغلیظ سرب در ریشه و شاخساره بنگ­دانه می­شوند. هر چند که باکتری­هاس سودوموناس در تغلیظ سرب در شاخساره و قارچ­های گلوموس در تغلیظ سرب در ریشه موثرتر بودند.

 

 

 

شکل 3- روند تغییرات افزایش نسبی استخراج سرب (الف) و تثبیت سرب (ب)، در اثر تیمارهای میکروبی در سطوح مختلف سرب در خاک


نتیجه­گیری کلی

نتایج این پژوهش نشان داد که مایه­زنی گونه­های قارچ گلوموس در افزایش عملکرد شاخساره بنگ­دانه نسبت به گونه­های سودوموناس تاثیر بیش­تری داشت،­ در حالی­که مایه­زنی گونه­های سودوموناس تاثیربیش­تری در افزایش میزان سرب در شاخساره داشت.

تاثیر قارچ­­های گلوموس در افزایش تثبیت سرب در ریشه و همچنین مجموع مقدار سرب تثبیت شده و استخراج شده توسط گیاه نسبت به باکتری­های سودوموناس چشم­گیرتر بود. اگرچه بنگ­دانه مقدار سرب بالایی را استخراج و تثبیت نکرد، اما این نتیجه به­این دلیل بود که این پژوهش در شرایط گلخانه­ای انجام شد و گیاه در این شرایط به مرحله بلوغ و حداکثر عملکرد خود نرسید. این گیاه در شرایط طبیعی و مزرعه­ای زیست­توده بسیار بالایی تولید می­کند و احتمالاً می­تواند مقدار سرب بسیار بیش­تری را تثبیت و استخراج ­کند. به­طور خلاصه ترکیب گونه­های قارچ­ گلوموس و باکتری­  سودوموناس از سویی با کاهش سمیت سرب و افزایش آستانه تحمل بنگ­دانه به سمیت سرب و در نتیجه افزایش عملکرد ریشه و شاخساره آن­ و از دیگر سوی با افزایش زیست­فراهمی سرب برای گیاه و افزایش جذب و اندوزش آن در ریشه و شاخساره گیاه، نقش تحریک کنندگی بسیار چشم­گیری در پالایش­سبز آلودگی سربی خاک توسط بنگ­دانه داشتند.

 

 

منابع مورد استفاده

خداوردی­لو ح، 1385. مدل سازی پالایش سبز خاک­های آلوده به کادمیم و سرب. رساله­ی دوره دکتری تخصصی فیزیک و حفاظت خاک. دانشگاه تربیت مدرس. تهران، ایران. 131 صفحه.

خداوردی­لو ح و حمزه­نژاد تقلیدآباد ر، 1390. جذب و واجذب سرب و تاثیر تر-خشک شدن متناوب بر توزیع فلز در دو خاک با ویژگی­های متفاوت. دانش آب و خاک. جلد21 شماره 1. صفحه­های  149 تا 163.

رسولی صدقیانی م ح، خاوازی ک، رحیمیان ح ، ملکوتی م ج و اسدی رحمانی ه، 1385. ارزیابی توان سویه­های بومی سودوموناس فلورسنت ریزوسفر گندم برای تولید سیدروفور. مجله علوم خاک و آب، جلد 20، شماره 1. صفحه­های 133 تا 143.

Aaron SD, Vandemheen KL, Ramotar K and Giesbrecht-Lewis T, 2010. Infection with transmissible strains of Pseudomonas aeruginosa and clinical outcomes in adults with cystic fibrosis. J Am Medical Assoc 17: 2145-53.

Arriagada CA, Herrera MA and Ocampo JA, 2005. Contribution of arbuscular mycorrhizal and saprobe fungi to the tolerance of Eucalyptus globulus to Pb. Water Air Soil Pollut 166: 31-47.

Arshad M, Saleem M and Hussain S, 2007. Perspectives of bacterial ACC deaminase in phytoremediation. Biotechnology 25: 356–362.

Awotoye OO, Adewole MB, Salami AO and Ohiembor MO, 2009. Arbuscular mycorrhiza contribution to the growth performance and heavy metal uptake of Helianthusannuus LINN in pot culture. Afr J Environ Sci and Technol 3: 157-163.

Bafeel SO, 2008. Contribution of mycorrhizae in phytoremediation of lead contaminated soils by Eucalyptusrostrata Plants. Sci J 5: 490-498.

Bates lS, Waldern RP, and Teare ID, 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil 39: 205-207. 

Belimov AA, Kunakova AM, Safronova, VI, Stepanok, VV, Yudkin, LY, Akleseev YV and Kozhemyakov AP, 2004. Employment of rhizobacteria for the inoculation of barley plants cultivated in soil contaminated with lead and cadmium. Microbiology 73: 99–106.

Braud A, Jezequel K, Bazot S, and Lebeau T, 2009. Enhanced phytoextraction of an agricultural Cr and Pb-contaminated soil by bioaugmentation with siderophore-producing bacteria. Chemospher 74: 280-286.

Cariny T, 1995.The Reuse of Contaminated Land.John Wiley and Sons Ltd. Publisher.P. 219.

Carter MR and Gregorich EG, 2008. Soil Sampling and Methods of Analysis (2nd ed). CRC Press.Boca Raton, FL. P.1204.

Cenkci S, Cioerci IH, Yildiz M, Oezay C, Bozdao A and Terzi H, 2010. Lead contamination reduces chlorophyll biosynthesis and genomic template stability in Brassica rapa L. Environ Exp Bot 67:  467-473.

Chen Y, Zhu G and Smith FA, 2006. Effects of arbuscular mycorrhizal inoculation on uranium and arsenic accumulation by Chinese brake fern (Pteris vittata L.) from a uranium mining-impacted soil, Chemosphere 62: 1464–1473.

Clark RB and Zeto SK, 2000. Mineral acquisition by arbuscular mycorrhizal plants. J Plant Nutri 23: 867-902.

Dary M, Chamber-Pérez MA, Palomares AJ and Pajuelo E, 2010. In situ phytostabilisation of heavy metal polluted soils using Lupinus luteus inoculated with metal resistant plant-growth promoting rhizobacteria. Hazard Mater 177: 323-330.

Glick BR, 2003. Phytoremediation: Synergistic use of plants and bacteria to clean up the environment. Biotechnol Adv 21: 383-393.

Gohre V and Paszkowski U, 2006. Contribution of the arbuscular mycorrhizal symbiosis to heavy metal Phytoremediation. Planta 223: 1115–1122.

Gonzalez-Chavez MC, Carrillo-Gonzalez R, Wright SF and Nichols K, 2004. The role of glomalin, a protein produced by arbuscular mycorrhizal fungi, in sequestering potentially toxic elements. Environ Pollut 130: 317-323.

Gregorio SD, Barbafieri M, Lampis S, Sanangelantoni AM, Tassi E and Vallini G, 2006. Combined application of Triton X-100 and Sinorhizobium sp.Pb002 inoculum for the improvement of lead phytoextraction by Brassica juncea in EDTA amended soil. Chemosphere 63: 293–299.

Gupta RK, 2000. Soil, Plant, Water and Fertilizer Analysis. Agrobios, New Delhi, India.

Gupta S, Nayek S, Saha RN and Satpati S, 2008. Assessment of heavy metal accumulation in macrophyte, agricultural soil and crop plants adjacent to discharge zone of sponge iron factory. Environ Geol 55: 731-739.

Giovannetti M, and Mosse B, 1980. An evaluation of techniques for measuring vesicular arbuscularmycorrhizal infection in roots. New Phytol 84: 489-500.

Hovsepyan A and Greipsson S, 2004. Effect of arbuscular mycorrhizal fungi on phytoextraction by corn (Zea  mays)  of  lead-contaminated  soil. Int J Phytoremediation 6: 305-321.

Jamal A, Ayub N, Usman M and Khan AG, 2002. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance zinc and nickel uptake from contaminatedsoil by soyabean and lentil. Int J Phytoremedeation 4: 205–221.

Joner EJ and Leyval C, 1997. Uptake of Cd by roots and hyphaeof a Glomus mosseae/Trifolium subterraneum mycorrhiza fromsoil amended with high and low concentrations of cadmium. New Phytol 135: 353–360

Joner EJ and Leyval C, 2001. Time-course of heavy metal uptake inmaize and clover as affected by root density and different mycorrhizal inoculation regimes. Bio Fertil Soils 33: 351–357.

Karimi A, Khodaverdiloo H, Sepehri M and Rasouli Sadaghiani MH, 2011. Arbuscular mycorrhizal fungi and heavy metal contaminated soils. Afr J Microbiol Res 5: 1571- 1576.

Khadi S, Sharda W and Rodrigues BF, 2009. Studies on effects of arbuscular mycorrhizal (AM) fungi on mineral nutrition of Carica papaya L. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca 37: 183-186.

Khan AG, 2001. Relationships between chromium biomag nification ratio, accumulation factor,and mycorrhizae in plants growing on tannery effluent-polluted soil. Environ Int 26: 417-423.

Khan AG, 2005. Role of soil microbes in the rhizospheres of plants growing on trace element contaminated soils inphytoremediation. J Trace Elem Med Biol 18: 355-364.

Khodaverdiloo H and Homaee M, 2008. Modeling of cadmium and lead phytoextraction from contaminated soils. Soil Sci 41: 149-162.

Khodaverdiloo H, Ghorbani Dashtaki Sh and Rezapour S, 2011. Lead and cadmium accumulation potential and toxicity threshold determined for land cress (Barbarea verna) and spinach (Spinacia oleracea L.). Int J Plant Prod 5: 275-281.

Khodaverdiloo H., Rahmanian M, Rezapour S, Ghorbani Dashtaki Sh, Hadi H and Han FX, 2012. Effect of wetting-drying cycles on redistribution of lead in some semi-arid zone soils spiked with a lead salt. Pedosphere 22: 304–313.

Langer I, Krpata D, Fitz WJ, Wenzel WW and Schweiger PF, 2009. Zinc accumulation potential and toxicity threshold determined for a metal-accumulating Populus canescens clone in a dose–response study. Environ Pollut 157: 2871–2877.

Ma Y, Prasad MNV, Rajkumar M and Freitas H, 2011. Plant growth promoting rhizobacteria and endophytes accelerate phytoremediation of metalliferous soils. Biotechnol Adv 29: 248–258.

Marquez APGC, Oliveira RS, Samardjieva KA, Pissarra J, Rangel AOSS and Castro PML, 2008. EDDS and EDTA-enhanced zinc accumulation by Solanum nigrum inoculated with arbuscular mycorrhizal fungi grown in contaminated soil. Chemosphere 70: 1002-1014.

Miransari M, 2011. Hyperaccumulators, arbuscular mycorrhizal fungi and stress of heavy metals. Biotechnol Adv 6: 645-653.

Mulligan CN, Yong RN and Gibbs BF, 2001. Remediation techniques for metal contaminated soils and groundwater: an evaluation. Engin Geol 60: 193 -207.

Munns R, Husain S, Rivelli AR, James RA, Condon AG, Lindsay MP, Lagudah ES, Schachtman DP and Hare RA, 2002. Avenues for increasing salt tolerance of crops and the role of physiologically based selection traits. Plant Soil 247: 93-105.

Oudeh M, Khan M and Scullion J, 2002. Plant accumulation of potentially toxic elements in sewage sludge as affected by soil organic matter level and mycorrhizal fungi. Environ Pollut 6: 293–300.

Peng J, Song Y, Yuan P, Cui X and Qiu G, 2009. The remediation of heavy metals contaminated sediment. J Hazard Mater 161: 633–640.

Punamiya P, Datta R, Sarkar D, Barber S, Patel M and Da P, 2010. Symbiotic role of Glomus mosseae in phytoextraction of lead in vetiver grass [Chrysopogon zizanioides (L.)]. J Hazard Mater 177: 465-474.

Ryan NA, Deliopoulis T, Jones P and Haydock PP. 2003. Effects of mixed-isolate mycorrhizal inoculum on the potato-potato cyst nematode interaction. Ann App Biol 143: 111-119.

Schaller H, 2003. The role of sterolsin plant growth and development.Progrss in Lipid Res. Planta 42: 63-175.

Sharma A, Johri BN, Sharma AK and Glick BR. 2003. Plant growth-promoting bacterium Pseudomonas sp. Strain GRP3 influences iron acquisition in mung bean. Soil Biol Biochem 35: 887-894.

Sheng XF, Xia JJ, Jiang CY, He LY and Qian M, 2008. Characterization of heavy metal-resistant endophytic bacteria from rape (Brassica napus) roots and their potential in promoting the growth and lead accumulation of rape. Environ Pollut 156: 1164-1170.

Shetty KG, Hetrick BAD, Figge DAH and Schwab AP, 1994. Effects of mycorrhizae  and other soil microbes on revegetation of heavy metal contaminated mine spoil. Environ Pollut 86: 181–188.

Sudova R, Jurkiewicz A, Turnau K and Vosatka M, 2007. Persistence of heavy metal tolerance of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices under different cultivation regimes. Symbiosis 43: 71–81.

Zhang HH, Tang M and Zheng C, 2010. Effect of inoculation with AM fungi on lead uptake, translocation and stress alleviation of Zea mays L. seedlings planting in soil with increasing lead concentrations. Euro J Soil Biol 46: 306-311.

Zhu YG, Christie P and Laidlaw AS, 2001. Uptake of Zn by arbuscular mycorrhizal white clover from Zn-contaminated soil. Chemosphere 42: 193–199.

خداوردی­لو ح، 1385. مدل سازی پالایش سبز خاک­های آلوده به کادمیم و سرب. رساله­ی دوره دکتری تخصصی فیزیک و حفاظت خاک. دانشگاه تربیت مدرس. تهران، ایران. 131 صفحه.
خداوردی­لو ح و حمزه­نژاد تقلیدآباد ر، 1390. جذب و واجذب سرب و تاثیر تر-خشک شدن متناوب بر توزیع فلز در دو خاک با ویژگی­های متفاوت. دانش آب و خاک. جلد21 شماره 1. صفحه­های  149 تا 163.
رسولی صدقیانی م ح، خاوازی ک، رحیمیان ح ، ملکوتی م ج و اسدی رحمانی ه، 1385. ارزیابی توان سویه­های بومی سودوموناس فلورسنت ریزوسفر گندم برای تولید سیدروفور. مجله علوم خاک و آب، جلد 20، شماره 1. صفحه­های 133 تا 143.
Aaron SD, Vandemheen KL, Ramotar K and Giesbrecht-Lewis T, 2010. Infection with transmissible strains of Pseudomonas aeruginosa and clinical outcomes in adults with cystic fibrosis. J Am Medical Assoc 17: 2145-53.
Arriagada CA, Herrera MA and Ocampo JA, 2005. Contribution of arbuscular mycorrhizal and saprobe fungi to the tolerance of Eucalyptus globulus to Pb. Water Air Soil Pollut 166: 31-47.
Arshad M, Saleem M and Hussain S, 2007. Perspectives of bacterial ACC deaminase in phytoremediation. Biotechnology 25: 356–362.
Awotoye OO, Adewole MB, Salami AO and Ohiembor MO, 2009. Arbuscular mycorrhiza contribution to the growth performance and heavy metal uptake of Helianthusannuus LINN in pot culture. Afr J Environ Sci and Technol 3: 157-163.
Bafeel SO, 2008. Contribution of mycorrhizae in phytoremediation of lead contaminated soils by Eucalyptusrostrata Plants. Sci J 5: 490-498.
Bates lS, Waldern RP, and Teare ID, 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil 39: 205-207. 
Belimov AA, Kunakova AM, Safronova, VI, Stepanok, VV, Yudkin, LY, Akleseev YV and Kozhemyakov AP, 2004. Employment of rhizobacteria for the inoculation of barley plants cultivated in soil contaminated with lead and cadmium. Microbiology 73: 99–106.
Braud A, Jezequel K, Bazot S, and Lebeau T, 2009. Enhanced phytoextraction of an agricultural Cr and Pb-contaminated soil by bioaugmentation with siderophore-producing bacteria. Chemospher 74: 280-286.
Cariny T, 1995.The Reuse of Contaminated Land.John Wiley and Sons Ltd. Publisher.P. 219.
Carter MR and Gregorich EG, 2008. Soil Sampling and Methods of Analysis (2nd ed). CRC Press.Boca Raton, FL. P.1204.
Cenkci S, Cioerci IH, Yildiz M, Oezay C, Bozdao A and Terzi H, 2010. Lead contamination reduces chlorophyll biosynthesis and genomic template stability in Brassica rapa L. Environ Exp Bot 67:  467-473.
Chen Y, Zhu G and Smith FA, 2006. Effects of arbuscular mycorrhizal inoculation on uranium and arsenic accumulation by Chinese brake fern (Pteris vittata L.) from a uranium mining-impacted soil, Chemosphere 62: 1464–1473.
Clark RB and Zeto SK, 2000. Mineral acquisition by arbuscular mycorrhizal plants. J Plant Nutri 23: 867-902.
Dary M, Chamber-Pérez MA, Palomares AJ and Pajuelo E, 2010. In situ phytostabilisation of heavy metal polluted soils using Lupinus luteus inoculated with metal resistant plant-growth promoting rhizobacteria. Hazard Mater 177: 323-330.
Glick BR, 2003. Phytoremediation: Synergistic use of plants and bacteria to clean up the environment. Biotechnol Adv 21: 383-393.
Gohre V and Paszkowski U, 2006. Contribution of the arbuscular mycorrhizal symbiosis to heavy metal Phytoremediation. Planta 223: 1115–1122.
Gonzalez-Chavez MC, Carrillo-Gonzalez R, Wright SF and Nichols K, 2004. The role of glomalin, a protein produced by arbuscular mycorrhizal fungi, in sequestering potentially toxic elements. Environ Pollut 130: 317-323.
Gregorio SD, Barbafieri M, Lampis S, Sanangelantoni AM, Tassi E and Vallini G, 2006. Combined application of Triton X-100 and Sinorhizobium sp.Pb002 inoculum for the improvement of lead phytoextraction by Brassica juncea in EDTA amended soil. Chemosphere 63: 293–299.
Gupta RK, 2000. Soil, Plant, Water and Fertilizer Analysis. Agrobios, New Delhi, India.
Gupta S, Nayek S, Saha RN and Satpati S, 2008. Assessment of heavy metal accumulation in macrophyte, agricultural soil and crop plants adjacent to discharge zone of sponge iron factory. Environ Geol 55: 731-739.
Giovannetti M, and Mosse B, 1980. An evaluation of techniques for measuring vesicular arbuscularmycorrhizal infection in roots. New Phytol 84: 489-500.
Hovsepyan A and Greipsson S, 2004. Effect of arbuscular mycorrhizal fungi on phytoextraction by corn (Zea  mays)  of  lead-contaminated  soil. Int J Phytoremediation 6: 305-321.
Jamal A, Ayub N, Usman M and Khan AG, 2002. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance zinc and nickel uptake from contaminatedsoil by soyabean and lentil. Int J Phytoremedeation 4: 205–221.
Joner EJ and Leyval C, 1997. Uptake of Cd by roots and hyphaeof a Glomus mosseae/Trifolium subterraneum mycorrhiza fromsoil amended with high and low concentrations of cadmium. New Phytol 135: 353–360
Joner EJ and Leyval C, 2001. Time-course of heavy metal uptake inmaize and clover as affected by root density and different mycorrhizal inoculation regimes. Bio Fertil Soils 33: 351–357.
Karimi A, Khodaverdiloo H, Sepehri M and Rasouli Sadaghiani MH, 2011. Arbuscular mycorrhizal fungi and heavy metal contaminated soils. Afr J Microbiol Res 5: 1571- 1576.
Khadi S, Sharda W and Rodrigues BF, 2009. Studies on effects of arbuscular mycorrhizal (AM) fungi on mineral nutrition of Carica papaya L. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca 37: 183-186.
Khan AG, 2001. Relationships between chromium biomag nification ratio, accumulation factor,and mycorrhizae in plants growing on tannery effluent-polluted soil. Environ Int 26: 417-423.
Khan AG, 2005. Role of soil microbes in the rhizospheres of plants growing on trace element contaminated soils inphytoremediation. J Trace Elem Med Biol 18: 355-364.
Khodaverdiloo H and Homaee M, 2008. Modeling of cadmium and lead phytoextraction from contaminated soils. Soil Sci 41: 149-162.
Khodaverdiloo H, Ghorbani Dashtaki Sh and Rezapour S, 2011. Lead and cadmium accumulation potential and toxicity threshold determined for land cress (Barbarea verna) and spinach (Spinacia oleracea L.). Int J Plant Prod 5: 275-281.
Khodaverdiloo H., Rahmanian M, Rezapour S, Ghorbani Dashtaki Sh, Hadi H and Han FX, 2012. Effect of wetting-drying cycles on redistribution of lead in some semi-arid zone soils spiked with a lead salt. Pedosphere 22: 304–313.
Langer I, Krpata D, Fitz WJ, Wenzel WW and Schweiger PF, 2009. Zinc accumulation potential and toxicity threshold determined for a metal-accumulating Populus canescens clone in a dose–response study. Environ Pollut 157: 2871–2877.
Ma Y, Prasad MNV, Rajkumar M and Freitas H, 2011. Plant growth promoting rhizobacteria and endophytes accelerate phytoremediation of metalliferous soils. Biotechnol Adv 29: 248–258.
Marquez APGC, Oliveira RS, Samardjieva KA, Pissarra J, Rangel AOSS and Castro PML, 2008. EDDS and EDTA-enhanced zinc accumulation by Solanum nigrum inoculated with arbuscular mycorrhizal fungi grown in contaminated soil. Chemosphere 70: 1002-1014.
Miransari M, 2011. Hyperaccumulators, arbuscular mycorrhizal fungi and stress of heavy metals. Biotechnol Adv 6: 645-653.
Mulligan CN, Yong RN and Gibbs BF, 2001. Remediation techniques for metal contaminated soils and groundwater: an evaluation. Engin Geol 60: 193 -207.
Munns R, Husain S, Rivelli AR, James RA, Condon AG, Lindsay MP, Lagudah ES, Schachtman DP and Hare RA, 2002. Avenues for increasing salt tolerance of crops and the role of physiologically based selection traits. Plant Soil 247: 93-105.
Oudeh M, Khan M and Scullion J, 2002. Plant accumulation of potentially toxic elements in sewage sludge as affected by soil organic matter level and mycorrhizal fungi. Environ Pollut 6: 293–300.
Peng J, Song Y, Yuan P, Cui X and Qiu G, 2009. The remediation of heavy metals contaminated sediment. J Hazard Mater 161: 633–640.
Punamiya P, Datta R, Sarkar D, Barber S, Patel M and Da P, 2010. Symbiotic role of Glomus mosseae in phytoextraction of lead in vetiver grass [Chrysopogon zizanioides (L.)]. J Hazard Mater 177: 465-474.
Ryan NA, Deliopoulis T, Jones P and Haydock PP. 2003. Effects of mixed-isolate mycorrhizal inoculum on the potato-potato cyst nematode interaction. Ann App Biol 143: 111-119.
Schaller H, 2003. The role of sterolsin plant growth and development.Progrss in Lipid Res. Planta 42: 63-175.
Sharma A, Johri BN, Sharma AK and Glick BR. 2003. Plant growth-promoting bacterium Pseudomonas sp. Strain GRP3 influences iron acquisition in mung bean. Soil Biol Biochem 35: 887-894.
Sheng XF, Xia JJ, Jiang CY, He LY and Qian M, 2008. Characterization of heavy metal-resistant endophytic bacteria from rape (Brassica napus) roots and their potential in promoting the growth and lead accumulation of rape. Environ Pollut 156: 1164-1170.
Shetty KG, Hetrick BAD, Figge DAH and Schwab AP, 1994. Effects of mycorrhizae  and other soil microbes on revegetation of heavy metal contaminated mine spoil. Environ Pollut 86: 181–188.
Sudova R, Jurkiewicz A, Turnau K and Vosatka M, 2007. Persistence of heavy metal tolerance of the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices under different cultivation regimes. Symbiosis 43: 71–81.
Zhang HH, Tang M and Zheng C, 2010. Effect of inoculation with AM fungi on lead uptake, translocation and stress alleviation of Zea mays L. seedlings planting in soil with increasing lead concentrations. Euro J Soil Biol 46: 306-311.
Zhu YG, Christie P and Laidlaw AS, 2001. Uptake of Zn by arbuscular mycorrhizal white clover from Zn-contaminated soil. Chemosphere 42: 193–199.